Szlak ubikwityna-proteasom: The complexity and myriad functions of proteins death

Nasze postrzeganie wewnątrzkomórkowej degradacji białek zmieniło się diametralnie w ciągu ostatniej dekady. Z pogromcy, nieuregulowanego i niespecyficznego procesu „punktu końcowego”, stało się jasne, że proteoliza białek komórkowych jest wysoce złożonym, czasowo kontrolowanym i ściśle regulowanym procesem, który odgrywa główną rolę w wielu podstawowych szlakach podczas życia i śmierci komórki. Opisane zostały dwie główne kaskady proteolityczne. Kaspazy bior± udział w programowanej ¶mierci komórki (apoptozie), podczas gdy degradacja większo¶ci krótko żyj±cych białek regulacyjnych komórki odbywa się za po¶rednictwem szlaku ubikwityna-proteasom. Należą do nich regulatory cyklu komórkowego i podziału, takie jak cykliny mitotyczne i G1 oraz inhibitory kinaz zależnych od cyklin, regulatory wzrostu, takie jak c-Fos i c-Jun, supresory nowotworowe, takie jak p53, receptory powierzchniowe, takie jak receptor hormonu wzrostu, oraz kanały jonowe, na przykład regulator przewodnictwa transmembranowego mukowiscydozy (CFTR). System ten jest również zaangażowany w selektywną proteolizę nieprawidłowych/zmutowanych białek oraz w przetwarzanie antygenów głównego kompleksu zgodności tkankowej (MHC) klasy I. Odkrycie, że system ten jest zaangażowany w degradację c-myc oraz w dwuetapową proteolityczną aktywację NF-κB, na przykład, zasygnalizowało „wejście” degradacji opartej na ubikwitynie w obszar regulacji transkrypcji. Poprzez degradację krótkotrwałych i kluczowych białek regulatorowych, system ten wydaje się odgrywać ważne role w wielu podstawowych procesach komórkowych. Wśród nich można wymienić regulację cyklu komórkowego i podziałów, udział w odpowiedzi komórki na stres i modulatory zewnątrzkomórkowe, morfogenezę sieci neuronalnych, modulację receptorów na powierzchni komórki, kanałów jonowych i szlaków wydzielniczych, naprawę DNA, biogenezę organelli oraz regulację odpowiedzi immunologicznej i zapalnej. Ostatnie dowody wskazują, że układ ten jest również zaangażowany w apoptozę. Przy tak szerokim zakresie substratów i procesów, nie jest zaskakujące, że aberracje w tym procesie są ostatnio implikowane w patogenezie wielu chorób, zarówno dziedzicznych, jak i nabytych. Wśród nich są zwyrodnienia mięśni, które następują po odnerwieniu lub długotrwałym unieruchomieniu, niektóre formy choroby Alzheimera, bezpłodność mężczyzn i zespół Angelmana (ostatnie przeglądy systemu ubikwityny, patrz ref. 1-4).

Degradacja białka poprzez ścieżkę ubikwitynową przebiega w dwóch dyskretnych i następujących po sobie etapach: (i) kowalencyjne przyłączenie wielu cząsteczek ubikwityny do substratu białkowego, oraz (ii) degradacja docelowego białka przez kompleks proteasomu 26S z uwolnieniem wolnej i nadającej się do ponownego użycia ubikwityny. Aby zapewnić skuteczne i specyficzne usuwanie określonego białka w określonym czasie, zarówno koniugacja ubikwityny, jak i degradacja znakowanych substratów muszą być ściśle regulowane. W pracy opublikowanej w tym numerze Proceedings (5), Zhang i współpracownicy donoszą o identyfikacji regionu aktywacji w podjednostce α aktywatora proteasomu PA28 (REG). Aby osadzić to odkrycie w odpowiednim kontekście biochemicznym i fizjologicznym, dokonamy krótkiego przeglądu naszego obecnego rozumienia szlaku proteolitycznego ubikwityny. System ten (przedstawiony na ryc. 1) składa się z kilku współdziałających ze sobą komponentów. Jeden z nich, ubikwityna, ewolucyjnie konserwowane białko o długości 76 reszt, jest aktywowany w jego C-końcowym odcinku Gly do wysokoenergetycznego pośredniego estru tiolowego, reakcji katalizowanej przez enzym aktywujący ubikwitynę, E1. Po aktywacji, jeden z kilku enzymów E2 (białka nośnikowe ubikwityny lub enzymy sprzęgające ubikwitynę, UBC) przenosi aktywowaną cząsteczkę ubikwityny z E1 do członka rodziny ligaz ubikwitynowo-białkowych, E3, z którym białko substratowe jest specyficznie związane. E3 katalizuje ostatni etap procesu koniugacji, kowalencyjne przyłączenie ubikwityny do substratu. Pierwsza cząsteczka ubikwityny zostaje przeniesiona na grupę ɛ-NH2 reszty Lys białka substratu, tworząc wiązanie izopeptydowe. W kolejnych reakcjach syntetyzowany jest łańcuch polubikwitynowy poprzez procesualne przeniesienie dodatkowych aktywowanych cząsteczek na Lys48 uprzednio sprzężonej cząsteczki ubikwityny. Łańcuch ten służy, najprawdopodobniej, jako marker rozpoznawczy dla proteasomu (patrz niżej). Ubikwityna K48R lub ubikwityna metylowana (w której wszystkie wolne grupy aminowe zostały chemicznie zmodyfikowane) nie mogą generować łańcuchów polibikwitynowych i służą jako terminatory łańcuchów. W związku z tym, po nadekspresji w komórkach lub wprowadzeniu do systemów bezkomórkowych, hamują proteolizę. Wiązanie substratu do E3 jest specyficzne i sugeruje, że E3 odgrywają główną rolę w rozpoznawaniu i selekcji białek do koniugacji, a następnie degradacji. Struktura systemu wydaje się być hierarchiczna: pojedynczy E1 wydaje się przeprowadzać aktywację ubikwityny wymaganą dla wszystkich modyfikacji. Kilka głównych gatunków enzymów E2 zostało scharakteryzowanych w komórkach ssaków. Okazuje się, że każdy E2 może działać z jednym lub kilkoma enzymami E3. Chociaż do tej pory opisano tylko stosunkowo niewiele enzymów E3, wydaje się, że ligazy ubikwitynowe należ± do dużej, wci±ż powiększaj±cej się rodziny enzymów. Jeśli chodzi o sposób rozpoznawania przez ligazy, to poza kilkoma przypadkami, jest mało prawdopodobne, że każdy E3 jest ukierunkowany na jeden substrat. Można sobie raczej wyobrazić, że kilka różnych białek komórkowych jest rozpoznawanych przez pojedynczą ligazę poprzez podobny, choć oczywiście nie identyczny, motyw strukturalny. Kilka białek może być rozpoznawanych poprzez ich wolną i „destabilizującą” resztę N-końcową („reguła N-końca”; ref. 6). Jednak zdecydowana większość białek komórkowych jest acetylowana na N-końcu lub ma „stabilizujące” aminokońce i jest ukierunkowana poprzez inne sygnały. Niektóre z nich są rozpoznawane przez sekwencje pierwszorzędowe, które znajdują się poniżej reszt N-końcowych. Inne są ukierunkowane poprzez wtórne, potranslacyjne modyfikacje, takie jak fosforylacja, lub po połączeniu z białkami pomocniczymi, takimi jak onkoproteiny lub chaperony molekularne.

Po koniugacji, białkowa część adduktu jest degradowana przez kompleks proteasomu, a wolna i nadająca się do ponownego użycia ubikwityna jest uwalniana (ostatnie przeglądy na temat proteasomów, patrz ref. 7-10). Chociaż obecnie panuje zgoda, że proteasom 26S służy jako główne ramię proteolityczne systemu ubikwitynowego, spektrum substratów tego enzymu może być szersze i obejmować również białka niepodlegające ubikwitynacji. Jednym z dobrze zbadanych przypadków jest dekarboksylaza ornityny (ODC). ODC ulega degradacji po niekowalencyjnej asocjacji z antyzymem, który w procesie rozpoznawania może pełnić funkcję specyficznego dla substratu ubikwitynopodobnego chaperonu. Inne substraty, głównie białka retikulum endoplazmatycznego (ER), również mogą być degradowane przez proteasom bez uprzedniej ubikwitynilacji, chociaż nie zostało to dokładnie ustalone. Mogą one obejmować, na przykład, źle złożone cząsteczki łańcucha ciężkiego MHC (HCs), 3-hydroksy-3-metyloglutarylo-CoA (HMG-R) ssaków i wariant Z α-1-antytrypsyny (α1-ATZ) (omówione w ref. 11). Jest również jasne, że nie wszystkie ubikwitynylowane białka są kierowane do degradacji przez proteasom. Dotyczy to głównie dojrzałych białek błonowych powierzchni komórki, takich jak receptor hormonu wzrostu. W przypadku tych białek modyfikacja ubikwityn± występuje po zwi±zaniu liganda i jest konieczna do ich endocytozy i skierowania do lizosomu (patrz rozdz. 12). Degradacja białek zakotwiczonych w błonie przez system ubikwityny wiąże się z ważnymi, ale nierozwiązanymi problemami mechanistycznymi, które dotyczą głównie tego, w jaki sposób dochodzi do połączenia dwóch topologicznie różnych zdarzeń, takich jak nieprawidłowe składanie w ER i degradacja w cytozolu lub wiązanie liganda w domenie zewnątrzkomórkowej i ubikwitynacja na cytozolowym ogonie receptora. W przypadku białek błonowych powierzchni komórki oczywisty problem dotyczy roli modyfikacji ubikwityny: czy jest ona wymagana do endocytozy znakowanego białka, czy też w późniejszym etapie do jego specyficznego ukierunkowania i wychwytu przez lizosom. W przypadku białek ER degradowanych przez cytozolowy proteasom ważne pytania dotycz± mechanizmów, które leż± u podstaw powrotu tych białek przez błonę z powrotem do cytosolu. Domena transmembranowa białek zakotwiczonych w błonie jest hydrofobowa i jej usunięcie z błony prawdopodobnie wiąże się z wyspecjalizowanym, zależnym od energii transportem opartym na kanałach. Dla białek lumenalnych ER pytanie koncentruje się na tym, jak są one transportowane z powrotem do cytozolu.

Ostatnie dowody sugerują, że zasada modyfikacji ubikwityny nie jest ograniczona do kierowania białek do degradacji. Wydaje się, że ubikwityna jest członkiem większej rodziny, a kilka białek podobnych do ubikwityny również zostało opisanych. Jeden z ciekawych przypadków dotyczy kierowania białek do struktur złożonych. Stwierdzono, że lokalizacja RanGAP1, białka aktywującego GTPazy Ran, do białka kompleksu porów jądrowych RanBP2, jest zależna od pojedynczej i stabilnej modyfikacji kowalencyjnej przez 11,5-kDa, 101-rezidowe białko ubikwitynopodobne, SUMO-1 (13). Reakcja aktywacji jest podobna do reakcji ubikwityny i obejmuje E1 oraz specyficzne E2, UBC9. Posttranslacyjna kowalencyjna modyfikacja przez ubikwitynę i cząsteczki ubikwitynopodobne pełni zatem szerokie spektrum funkcji. Jest ona zaangażowana w kierowanie białek do degradacji przez proteasom i lizosom, ale także pełni funkcje nieproteolityczne.

Najlepiej zbadanym kompleksem proteasomu zaangażowanym w degradację białek znakowanych ubikwityną jest kompleks proteasomu 26S. Jest to symetryczna struktura o kształcie „dumbshell”, składająca się z głównej jednostki katalitycznej, baryłkowatego kompleksu proteasomu 20S, który jest flankowany po obu stronach przez regulatorowe kompleksy proteasomu 19S (19S-20S-19S). Strukturę krystaliczną eukariotycznego (drożdżowego) proteasomu 20S określono na poziomie 2,4 Å (14). Badania te potwierdziły wcześniejsze przewidywania dotyczące struktury kompleksu, ale także ujawniły kilka nieoczekiwanych cech. Kompleks drożdżowy jest ułożony jako stos czterech pierścieni, z których każdy zawiera siedem odrębnych podjednostek, α1-7β1-7β1-7α1-7. Poszczególne podjednostki α i β mają masę cząsteczkową w zakresie 25-30 kDa. Miejsca aktywne znajdują się w trzech podjednostkach β, β1, β2 i β5, ale nie w podjednostkach α. Topologiczna analiza lokalizacji różnych podjednostek ujawniła, że dla trzech różnych aktywności proteolitycznych, trypsynopodobnej, chymotrypsynopodobnej i postglutamylowej hydrolizy peptydylowej, miejsca aktywne są generowane przez sąsiadujące pary identycznych podjednostek typu β rezydujących w różnych pierścieniach β. Analiza reszt miejsca aktywnego ujawnia nowy rodzaj mechanizmu proteolitycznego. Trzy podjednostki β ulegają autokatalizie pomiędzy ostatnią resztą Gly pro-peptydu a Thr1 dojrzałej podjednostki, która uczestniczy w procesie autokatalizy i staje się istotną częścią miejsca katalitycznego. Rozdzielczość struktury krystalicznej umożliwiła również lepsze zrozumienie sposobu działania różnych inhibitorów proteasomu. Thr1 w β1, β2 i β5 wiąże mniej specyficzny inhibitor kalpainy I – acetylo-Leu-Leu-Norleukinal (ALLN). Laktacystyna, bardziej specyficzny inhibitor, może być kowalencyjnie związana z β5, gdzie dodatkowo może generować wiele wiązań wodorowych z innymi otaczającymi łańcuchami bocznymi. Analiza mutacyjna wykazała, że inne podjednostki β, w szczególności β4 i β7, które rezydują w sąsiedztwie β5 i β1, wpływają na aktywność tych podjednostek. β6 i β7 są również generowane z pro-protein poprzez specyficzne przetwarzanie. β3 i β4 nie są przetwarzane. Ze względu na ich możliwą rolę w ustanawianiu kontaktów międzypodjednostkowych i stabilizacji struktury kompleksu, wydaje się, że propeptydy są niezbędne do biogenezy i stabilizacji struktury proteasomalnej, a przetwarzanie następuje dopiero po złożeniu. Struktura kryształu wykazała również, że łańcuchy α, choć katalitycznie nieaktywne, odgrywają istotną rolę w stabilizacji dwupierścieniowej struktury łańcuchów β. Muszą one również odgrywać rolę w wiązaniu kompleksów kapu 19S, ale struktura kontaktów i mechanizmy wiązania zostaną wyjaśnione dopiero po rozwiązaniu struktury krystalicznej kompleksu 26S. Struktura krystaliczna ujawniła również odległość 28 Å pomiędzy resztami Thr1 sąsiadujących ze sobą aktywnych podjednostek β. Odległość ta prawdopodobnie determinuje długość peptydów powstających w procesie proteolitycznym (reszty ≈8-aa) i tłumaczy rolę proteasomu w generowaniu antygenowych peptydów prezentowanych na cząsteczkach MHC klasy I. Istnienie produktów pośrednich o zmiennej długości sugeruje jednak istnienie drugiego miejsca hydrolitycznego poniżej Thr1 (patrz niżej).

Ważny, aczkolwiek nierozwiązany problem dotyczy wejścia substratów białkowych i wyjścia produktów proteolitycznych z proteasomu. Proteasom archaebakterii (Thermoplasma acidophilum) zawiera dwa pory wejściowe ≈13 Å na dwóch końcach cylindra otoczone przez określone segmenty siedmiu łańcuchów α. W uderzającym i raczej zaskakującym kontraście, te porty wejściowe nie istnieją w eukariotycznym proteasomie 20S, a wejście do komory katalitycznej między pierścieniami α nie jest możliwe z końców kompleksu. N-końcowe domeny α1, α2, α3, α6 i α7 wystaj± ku sobie i wypełniaj± przestrzeń kilkoma warstwami ciasno oddziałuj±cych łańcuchów bocznych. Tak więc wejście z końców będzie możliwe tylko po znacznej rearanżacji, która może potencjalnie nastąpić po asocjacji z kompleksem 19S. Taka rearanżacja może również wymagać energii metabolicznej, która może być dostarczona przez aktywność ATPazową kilku podjednostek kompleksu 19S. Kompleks drożdżowy wykazuje kilka wąskich otworów bocznych, szczególnie na styku pierścieni α i β. Otwory te prowadzą bezpośrednio do miejsc aktywnych Thr1. Są one pokryte polarnymi resztami, które potencjalnie mogą ulec rearanżacji w celu wygenerowania ≈10 Å otworów, przez które mogą przedostawać się rozłożone i wydłużone substraty białkowe.

Regulacja aktywności proteasomu 20S zachodzi na kilku poziomach. Po stymulacji komórek prezentujących antygen interferonem γ, trzy konstytutywne podjednostki β, 1, 2 i 5, są zastępowane przez nowe i odrębne podjednostki β, β1i (LMP2), β2i (MECL1) i β5i (LMP7). Nowe podjednostki są stosunkowo bardziej wydajne w generowaniu peptydów antygenowych rozpoznawanych przez cząsteczki MHC klasy I i odpowiednie cytotoksyczne limfocyty T za pośrednictwem receptorów komórek T. Inny rodzaj regulacji polega na tworzeniu kompleksów z kompleksami regulatorowymi. Proteasom 26S powstaje po zależnej od ATP asocjacji kompleksu 20S z dwoma kompleksami 19S. Kompleksy 19S składają się z co najmniej 18 różnych białek o masie cząsteczkowej w zakresie 25-110 kDa. Kompleks ten służy jako port wejściowy do rdzenia katalitycznego i zapewnia różne funkcje regulacyjne, które są niezbędne do zapewnienia selektywnej degradacji substratów znakowanych ubikwityną. Obejmują one, na przykład, miejsce wiązania dla łańcuchów ubikwityny, aktywność recyklingu ubikwityny i kilka ATPaz, jak również zdolność do stymulowania różnych aktywności peptydaz kompleksu 20S. Rzeczywiście, zidentyfikowano podjednostki, które wykonują takie działania. Szczególnie interesująca jest podjednostka wiążąca łańcuch ubikwityny, która została opisana zarówno u ssaków (S5a), jak i u roślin (MBP1). Podjednostki te wiążą monomery ubikwityny, jednak łańcuchy polikwitynowe, a w szczególności te, które zawierają więcej niż cztery cząsteczki, wiążą się z większym powinowactwem. Niedawno sklonowano gen drożdżowy kodujący homologiczny łańcuch, Mcb1. Co zaskakujące, mutanty delecyjne Δmcb1 nie wykazują żadnych defektów wzrostu i degradują normalnie ubikwitynowane białka, z wyjątkiem liniowego modelowego białka fuzyjnego ubikwityna-Pro-β-Gal. Wykazują one jednak niewielką wrażliwość na stres, taki jak ekspozycja na analogi aminokwasów (15). Możliwym wyjaśnieniem tych nieoczekiwanych wyników jest to, że ubikwitynowane białka są rozpoznawane przez dodatkową, jeszcze niezdefiniowaną podjednostkę proteasomalną. Jednym z takich kandydatów jest enzym deubikwitynilujący Doa4, który funkcjonuje w celu usunięcia cząsteczek ubikwityny z substratów proteolitycznych. Inną możliwością jest to, że proteasom nie rozpoznaje cząsteczek ubikwityny, ale podobnie jak chaperony molekularne, wiąże się ze źle zdefiniowanymi, błędnie uformowanymi motywami w białkowym substracie. Motywy te powstają po „denaturacji” białka przez znakowanie ubikwityną. Identyfikacja specyficzno¶ci rozpoznawania proteasomu i roli, jak± w tym procesie odgrywa ubikwityna, jest niezbędna do zrozumienia mechanizmów działania proteazy w szczególno¶ci i systemu ubikwitynowego w ogólno¶ci. Inna funkcja regulacyjna proteasomu 19S polega na redagowaniu łańcucha poliubikwityny. Kompleks ten zawiera izopeptydazę o masie 37-kDa, która usuwa pojedyncze cząsteczki ubikwityny z dystalnego końca krótkich łańcuchów poli-ubikwitynowych (16). Przypuszcza się, że izopeptydaza ta bierze udział w redagowaniu i ratowaniu przed degradacją słabo ubikwitynowanych lub wolno degradowanych białek. Różni się ona pod tym względem od Doa4 i izopeptydazy zależnej od ATP, która jest związana z proteasomem. Te dwa enzymy biorą udział w recyklingu ubikwityny i utrzymaniu poziomu wolnej ubikwityny w komórce.

Kolejnym kompleksem, który wiąże się z proteasomem 20S i radykalnie zwiększa jego aktywność jest PA28 (REG lub regulator 11S; ref. 17 i 18). W przeciwieństwie do asocjacji z 19S, tworzenie kompleksu z PA28 jest niezależne od ATP. Po asocjacji, PA28 zwiększa Vmax i zmniejsza Km kompleksu 20S w kierunku całego szeregu różnych peptydów. Kompleks PA28-20S-PA28 jest jednak nieaktywny w stosunku do nienaruszonych białek natywnych lub sprzężonych z ubikwityną. Czysty aktywator jest kompleksem dwóch podjednostek ≈28-kDa, PA28α i PA28β, które są w ≈50% identyczne. Immunoprecypitacja z użyciem przeciwciał specyficznych dla podjednostek oraz eksperymenty chemicznego sieciowania ujawniły, że PA28 jest heksamerem w kształcie pierścienia, który składa się z naprzemiennie występujących podjednostek α i β o stechiometrii (αβ)3 (19). Co ciekawe, podjednostki te są również w 30-40% identyczne z białkiem jądrowym o nieznanej dotychczas funkcji, antygenem Ki, który reaguje z surowicami pacjentów z chorobą autoimmunologiczną – toczniem rumieniowatym układowym. Kompleks heksameryczny ma strukturę pierścieniową (ryc. 1) i kapturuje kompleks proteasomu 20S na jednej lub obu płytkach końcowych. Struktura czapeczki jest poprzecinana centralnym kanałem z otworem 20 Å na skrajnym końcu i otworem 30 Å na powierzchni wiążącej proteasom (20, 21). Otwory i kanał służą najprawdopodobniej jako część mechanizmu translokacji substratów peptydowych w drodze do komory katalitycznej kompleksu 20S. PA28α może tworzyć heksa- lub hepta-homultimery, które łączą się z kompleksem 20S i aktywują go, chociaż mniej wydajnie niż heteromultimer (αβ)3. Z kolei PA28β nie łączy się z kompleksem 20S i nie wykazuje aktywności stymulującej. Rola podjednostek β polega prawdopodobnie na modulowaniu aktywności PA28 poprzez pośredni wpływ na aktywność podjednostek α lub poprzez modyfikację powinowactwa cząsteczki PA28 do proteasomu 20S.

PA28α zawiera w swojej centralnej części unikalną sekwencję, motyw KEKE, który jest hydrofilową domeną złożoną z naprzemiennie dodatnio naładowanych reszt Lys i ujemnie naładowanych reszt Glu. Postulowano, że motyw ten, który nie występuje w PA28β, promuje interakcję białko-białko pomiędzy podjednostkami α cząsteczki PA28 a podjednostkami α proteasomu 20S (22). Analiza mutacyjna wykazała jednak, że ΔKEKE PA28α zachowuje swoją aktywność stymulującą (23). Wiązanie z proteasomem 20S wymaga jednak nienaruszonego C-końca PA28α i może angażować podjednostkę C2 α proteasomu 20S (8). Zasugerowano, że fosforylacja aktywuje aktywność stymulującą PA28α, jednak ten sposób regulacji nie został solidnie ustalony.

Analiza mutacyjna PA28α przeprowadzona przez Zhanga i współpracowników (5) ujawniła kilka mutacji inaktywujących w określonej pętli u podstawy cząsteczki. Niektóre z tych zmutowanych białek wiążą się ściśle z kompleksem 20S, ale nie mogą go aktywować (5). W ten sposób wiązanie do proteasomu może być wyraźnie oddzielone od aktywności stymulującej PA28. Co ciekawe, istnieje duża luka w dystrybucji mutacji inaktywujących, obejmująca reszty aminokwasowe 51-122. Ta wolna od mutacji strefa reprezentuje region, który jest unikalny dla każdej podjednostki kompleksu PA28. Prawdopodobnie nie jest on zaangażowany w interakcję PA28 z kompleksem 20S ani w stymulowanie jego aktywności proteolitycznej. Raczej może odgrywać rolę w funkcji cząsteczki w nienaruszonej komórce, takiej jak w jej wewnątrzkomórkowej lokalizacji lub asocjacji z innymi składnikami, które określają jej specyficzną aktywność i interakcje.

Ważny problem obejmuje fizjologiczne role PA28. Obie podjednostki są wyraźnie indukowane przez interferon γ, co sugeruje rolę cząsteczki w funkcji przetwarzania antygenów przez proteasom. Nadekspresja PA28α w linii fibroblastów mysich, które wykazują ekspresję białka pp89 wirusa cytomegalii, powoduje wyraźne wzmocnienie rozpoznawania przez cytotoksyczne limfocyty T specyficzne dla pp89. Podobnie, prezentacja nukleoproteiny grypy również została wzmocniona (24). Badania w systemie bezkomórkowym ujawniły, że wykorzystując skoordynowany mechanizm podwójnego rozszczepiania, kompleks PA28-20S-PA28 może efektywnie przycinać duże peptydy (które mają sekwencje flankujące zarówno na N i C terminie) do precyzyjnych epitopów antygenowych rozpoznawanych przez kompleks MHC i odpowiednie cytotoksyczne limfocyty T (25). Wydaje się więc, że PA28 odgrywa ważną rolę w przetwarzaniu antygenów do prezentacji na cząsteczkach MHC klasy I. Ponieważ proteasom PA28-20S-PA28 nie może trawić nienaruszonych białek natywnych lub ubikwitynilowanych, musi on działać w kierunku downstream do proteasomu 19S-20S-19S, który degraduje białka znakowane ubikwityną lub duże peptydy. Jest również możliwe, choć nie zostało to wykazane, że istnieje pojedynczy asymetryczny proteasom 19S-20S-PA28, który może przeprowadzać ten dwuetapowy proces proteolityczny, wstępną proteolizę do dużych peptydów i ostateczne przycinanie. Symetryczne lub przypuszczalnie asymetryczne proteasomy zawierające PA28 mog± być również zaangażowane w końcow± degradację peptydów do wolnych aminokwasów, czynno¶ć, która nie może być katalizowana przez proteasom 19S-20S-19S (ryc. 1). Tak więc wydaje się, że wyjaśnienie komórkowych ról kompleksu PA28 będzie musiało poczekać na dalsze eksperymenty.

.