Phosphatase alcaline Isoenzyme

Structure génomique, chimie des protéines et enzymologie de la phosphatase alcaline

L’ALP (orthophosphorique-monoester phosphohydrolase, optimum alcalin, EC 3.1.3.1) se trouve partout dans la nature chez les plantes et les animaux (McComb et al., 1979). Chez l’homme, quatre isoenzymes ALP sont codées par quatre gènes distincts (Millán, 1988, 2006 ; Harris, 1990 ; Moss, 1992). Trois de ces isoenzymes ont une expression essentiellement tissulaire et sont désignées comme ALP intestinale, placentaire et des cellules germinales (placentaire-like). La quatrième isoenzyme de l’ALP est exprimée de façon ubiquitaire et est donc appelée TNSALP (Stigbrand et Fishman, 1984 ; Harris, 1990 ; Moss, 1992). Les tissus squelettiques, hépatiques et rénaux sont particulièrement riches en TNSALP. Les propriétés physico-chimiques distinctives (stabilité à la chaleur, mobilité électrophorétique, etc.) des ALP purifiées à partir d’os, de foie et de rein humains sont perdues lors de l’exposition aux glycosidases (Moss et Whitaker, 1985), et la TNSALP est donc une famille d’isoenzymes « secondaires » (je les appellerai « isoformes »). Elles sont codées par le même gène, ont une séquence polypeptidique identique, et ne diffèrent que par des modifications post-traductionnelles impliquant des glucides (Harris, 1980).

Le symbole de cartographie génétique de la TNSALP est ALPL (« ALP-liver »), bien que la fonction de l’isoforme hépatique de la TNSALP ne soit pas connue (voir plus loin). ALPL est situé près de l’extrémité du bras court du chromosome 1 (1p36.1-p34), alors que les gènes des ALP intestinales, placentaires et des cellules germinales se trouvent à l’extrémité du bras long du chromosome 2 (2q34-q37) (Harris, 1990 ; Millán, 2006). ALPL semble représenter le gène ancestral, tandis que les ALP spécifiques des tissus ont probablement été formées par duplication de gènes (Harris, 1990). ALPL est un peu plus grand que 50 kb et contient 12 exons, dont 11 sont traduits pour former l’enzyme mature composée de 507 résidus d’acides aminés (Weiss et al., 1988b). Les séquences TATA et Sp1 peuvent être des éléments régulateurs, mais l’expression basale semble refléter les effets des promoteurs « domestiques », tandis que l’expression différentielle dans divers tissus peut être médiée par un mécanisme posttranscriptionnel (Kiledjian et Kadesch, 1990). ALPL possède deux promoteurs et deux exons 5′ non codants correspondants, 1a et 1b. Leur expression donne lieu à deux ARNm différents dont les régions 5′ non traduites diffèrent (Nosjean et al., 1997). La transcription se fait préférentiellement à partir du promoteur amont (1a) dans les ostéoblastes et du promoteur aval (1b) dans le foie et le rein (Millán, 2006).

Les gènes ALP spécifiques des tissus sont plus petits que les ALPL, principalement en raison d’introns plus courts. Les séquences d’acides aminés déduites de leurs ADNc suggèrent une identité de position de 87 % entre l’ALP placentaire et intestinale, mais seulement 50 % à 60 % d’identité entre les ALP spécifiques des tissus et la TNSALP (Harris, 1990).

La séquence de résidus d’acides aminés de la TNSALP indique cinq sites potentiels de glycosylation N-liée (Weiss et al., 1988). La N-glycosylation est nécessaire pour l’activité catalytique. La O-glycosylation caractérise l’isoforme osseuse, mais pas l’isoforme hépatique (Nosjean et al., 1997).

En 2000, la structure cristalline de l’ALP placentaire humaine a été délimitée à une résolution de 1,8 Å (Le Due et al., 2000). Le site actif de la TNSALP dériverait d’une séquence de nucléotides conservée dans les ALP dans toute la nature (Henthorn et Whyte, 1992), refléterait six exons, et comprendrait 15 résidus d’acides aminés (Zurutuza et al., 1999).

Les ALP sont des métalloenzymes Zn++ (McComb et al., 1979). L’activité catalytique nécessite une configuration multimérique de sous-unités identiques, chaque monomère possédant un site actif et deux atomes de Zn++ qui stabilisent la structure tertiaire (Kim et Wycoff, 1991).

Les ALP sont généralement considérées comme homodimériques dans la circulation (McComb et al., 1979). La TNSALP, dans sa forme dimérique symétrique, présente une topologie αβ pour chaque sous-unité incluant un feuillet β à dix brins en son centre (Hoylaerts et Millán, 1991). Cependant, dans les tissus, les ALP sont attachées (voir plus loin) aux surfaces cellulaires, peut-être sous forme d’homotétramères (Fedde et al., 1988).

In vitro, les ALP ont de larges spécificités de substrat et des pH optimaux qui dépendent du type et de la concentration du composé phosphoré subissant la catalyse (McComb et al., 1979). L’activité catalytique nécessite Mg++ comme cofacteur (McComb et al., 1979). Les PPi ainsi que les phosphoesters peuvent être hydrolysés (Xu et al., 1991). La réaction implique la phosphorylation-déphosphorylation d’un résidu sérine. La dissociation du Pi lié de manière covalente semble être l’étape limitant la vitesse. En fait, le Pi est un puissant inhibiteur compétitif de l’ALP (McComb et al., 1979 ; Kim et Wyckoff, 1991 ; Coburn et al., 1998). Cependant, il se peut également que le Pi stabilise l’enzyme (Farley, 1991).

Des incertitudes persistent sur la biosynthèse de l’ALP chez les organismes supérieurs. Les séquences génétiques des isoenzymes de l’ALP humaine indiquent que les polypeptides naissants ont une courte séquence signal de 17 à 21 résidus d’acides aminés (Harris, 1990) et un domaine hydrophobe à leur extrémité carboxyle (Weiss et al., 1988b). La dégradation intracellulaire des ALP peut impliquer les protéasomes (Cai et al., 1998). Néanmoins, ces ALP se lient à la surface externe des membranes plasmiques, attachées au groupe polaire de tête d’une fraction phosphatidylinositol-glycane (Whyte et al., 1988 ; Whyte, 1994) et peuvent être libérées par une phospholipase spécifique du phosphatidylinositol (Fedde et al., 1988). Cependant, leur interaction précise avec le phosphatidylinositol peut différer selon les isoenzymes de l’ALP (Seetharam et al., 1987).

L’ALP sans lipides est la fraction normalement présente dans la circulation. Pourtant, les mécanismes de libération de l’ALP à partir des surfaces cellulaires ne sont pas connus. Le processus pourrait impliquer une phosphatidase de type C ou D, une action détergente, une protéolyse, un fractionnement membranaire ou une lipolyse (Alpers et al., 1990).

Chez les hommes et les femmes en bonne santé, presque toute l’activité de l’ALP dans le sérum ou le plasma provient de quantités approximativement égales des isoformes osseuses et hépatiques de la TNSALP (Millán et al., 1980). Les nourrissons et les enfants, en particulier les nouveau-nés et les adolescents, présentent des taux sanguins plus élevés de l’isoforme osseuse (McComb et al., 1979). Certains individus des groupes sanguins B et O qui sont des « sécréteurs » augmentent la petite quantité d’ALP intestinale dans leur circulation après avoir ingéré un repas gras (Langman et al., 1966 ; McComb et al., 1979). Cependant, l’ALP intestinale ne contribue généralement qu’à quelques pour cent de l’activité ALP totale du sérum (maximum 20 %) (McComb et al., 1979 ; Mulivor et al., 1985). L’ALP placentaire est généralement exprimée et ne circule que pendant le dernier trimestre de la grossesse (Birkett et al., 1966). Cependant, divers cancers libèrent de l’ALP placentaire ou de cellules germinales (« placentaire-like ») dans la circulation sanguine (Millán, 1988). La clairance de l’ALP circulante, comme pour beaucoup d’autres glycoprotéines, implique probablement la prise en charge et la dégradation par le foie (Young et al., 1984).